Die Gewebekultur ist ein Verfahren, mit dem Sie aus einem winzigen Stück einer Mutterpflanze viele identische Cannabispflanzen ziehen. Das Stück wächst in einem sterilen Gefäß auf einem Nährgel. Grower nutzen das Verfahren für drei Zwecke: um Viroide und Viren zu entfernen, um ein Kultivar (Sorte) auf Tausende einheitliche Pflanzen zu vermehren und um ein Kultivar zu erhalten, ohne eine Mutterpflanze am Leben halten zu müssen.
Teil 1 erklärt, worin sich die Gewebekultur von der Stecklingsvermehrung unterscheidet und welche Hormone sie steuern. Danach geht er die vier Arbeitsstufen durch, mit den veröffentlichten Rezepturen und Ergebnissen. Teil 2 behandelt das Entfernen einer Viroid-Infektion, den Aufbau eines kleinen Labors, Cannabis-spezifische Probleme, die Lagerung und den Betrieb eines Kulturraums bei thailändischer Hitze.
Dieser Artikel stützt sich auf acht veröffentlichte Studien statt auf einen einzelnen Ausgangsartikel. Sie sind am Ende unter „Literatur“ aufgeführt. Die Zahlen in eckigen Klammern verweisen darauf.
1. Was Gewebekultur ist und warum Cannabis-Grower sie nutzen
Die meisten Grower vermehren ein Kultivar über klassische Stecklingsvermehrung. Sie schneiden einen Trieb ab, tauchen ihn in Bewurzelungshormon und warten auf Wurzeln. Das funktioniert seit Jahrzehnten. Die Schwäche: Jeder Steckling trägt alle Probleme seiner Mutterpflanze in sich.
Zu diesen Problemen gehören Viren und Viroide. Viroide sind winzige infektiöse RNA-Stränge, noch kleiner als ein Virus. Das schädlichste Viroid bei Cannabis ist das Hopfen-Latent-Viroid (HLVd). Stecklinge übertragen außerdem Bakterien, die im Inneren des Gewebes leben.
Wenn Sie über Jahre Stecklinge von Stecklingen nehmen, sammeln sich zudem kleine genetische Veränderungen an. Man spricht von genetischer Drift; sie ist eine der Ursachen für die Degeneration von Strains (Sorten). Auch diese Veränderungen gibt ein Steckling weiter.
Die Gewebekultur, auch Mikrovermehrung genannt, beginnt mit einem viel kleineren Stück. Oft ist das die Meristemspitze, der Wachstumspunkt ganz am Ende eines Triebs. Sie kann nur 0,4–0,5 mm groß sein. Das Stück, das Sie in Kultur nehmen, heißt Explantat.
Das Explantat wächst in einem sterilen Gefäß auf einem Nährgel, bei kontrolliertem Licht und kontrollierter Temperatur. Aus einem Explantat können Sie große Mengen genetisch identischer Pflänzchen ziehen – so heißen die kleinen Pflanzen, die sich im Gefäß bilden. Ist das Explantat klein genug, sind die Pflänzchen frei von den Krankheitserregern, die Stecklinge weitergeben.
Die Methode ist nicht neu. Murashige und Skoog veröffentlichten ihr Nährmedium 1962, zunächst für Tabakgewebe, und es ist bis heute die Grundrezeptur [5]. Bananen, Orchideen, Kartoffeln und Erdbeeren werden seit Jahrzehnten kommerziell auf diese Weise vermehrt. Cannabis-Grower haben die Methode erst später übernommen, aus drei Gründen:
- HLVd hat sich unbemerkt in kommerziellen Betrieben ausgebreitet. Bei Cannabis wurde es erstmals 2019 in Kalifornien (USA) nachgewiesen [3]. Laut einem Übersichtsartikel von 2023 wurden etwa 90 % der Cannabis-Betriebe in Kalifornien positiv getestet. In jedem Betrieb zeigten etwa 30 % der Pflanzen Symptome. Der Übersichtsartikel schätzt die Verluste der Branche auf bis zu 4 Milliarden USD pro Jahr [1].
- Medizinische Lieferketten verlangen einen Herkunftsnachweis. Betriebe, die nach GACP oder GMP arbeiten, müssen jedes Produkt bis zu seiner Mutterpflanze zurückverfolgen können. GACP (Good Agricultural and Collection Practice, gute Agrar- und Sammelpraxis) ist der Betriebsstandard für Arzneipflanzen. GMP (Good Manufacturing Practice, gute Herstellungspraxis) ist der Standard für die Herstellung von Arzneimitteln.
- Große lizenzierte Betriebe brauchen Stückzahlen. Ein einzelner Betrieb benötigt pro Durchgang unter Umständen Zehntausende einheitliche Pflanzen.
Anmerkung der Übersetzung: Thailand hat bereits eine kommerzielle Gewebekultur-Branche für Orchideen und andere Zierpflanzen. Ob ein Labor saubere Cannabis-Pflänzchen verkauft oder Cannabis auf HLVd testet, ist eine andere Frage. Wir haben kein thailändisches Labor gefunden, das eine dieser Leistungen öffentlich anbietet. Solange Sie keinen solchen Dienst gefunden haben, planen Sie ein, im kleinen Maßstab selbst zu arbeiten oder eine Mutterpflanze sehr sorgfältig zu pflegen.
Was Sie tun können: Bevor Sie Ausrüstung kaufen, fragen Sie im Forumsbereich „Gewebekultur“ nach, ob ein Mitglied schon ein thailändisches Labor für Cannabis-Pflänzchen oder HLVd-Tests genutzt hat. Fragen Sie nach den Kosten und danach, wie lange es gedauert hat.
2. Stecklinge und Gewebekultur im Vergleich
| Klassischer Steckling | Gewebekultur | |
|---|---|---|
| Ausgangsmaterial | Stängelsteckling von 10–15 cm | Meristemspitze von 0,4–5 mm oder Stängelsegment mit Knospe |
| Krankheiten | Trägt alles in sich, was die Mutterpflanze trägt | Kann Viroide, Viren und Bakterien entfernen |
| Ertrag pro Mutterpflanze | 10–30 Stecklinge pro Schnittdurchgang | Hunderte bis Tausende Pflänzchen aus einem Explantat |
| Zeit bis zur bewurzelten Pflanze | 10–14 Tage | 6–12 Wochen, aber viele Pflanzen gleichzeitig |
| Genetische Stabilität | Driftet über die Jahre | Stabil, wenn neue Triebe aus vorhandenen Trieben wachsen |
| Platz | Mutterpflanzenraum | Kleines Labor |
| Erforderliches Können | Einsteiger | Fortgeschritten bis Profi |
| Kosten | Minimal | Mittel bis hoch |
| Langzeitlagerung | Mutterpflanze muss am Leben bleiben | Kulturen lassen sich monatelang halten |
Lesen Sie die Tabelle als Wahl zwischen zwei Werkzeugen. Die Gewebekultur ersetzt Stecklinge nicht überall. Sie löst bestimmte Probleme, die Stecklinge nicht lösen können: Viroide und Viren entfernen, sehr große einheitliche Chargen erzeugen und ein Kultivar ohne lebende Mutterpflanze erhalten.
Anmerkung der Übersetzung: In Thailand und Südostasien beginnen viele Grower ein neues Kultivar, indem sie Stecklinge von einem anderen Betrieb kaufen. So holen Sie sich am schnellsten Spinnmilben und Thripse, Echten Mehltau oder HLVd in den Betrieb. Außerdem kann es passieren, dass Sie eine Pflanze unter falschem Sortennamen bekommen. Halten Sie gekaufte Stecklinge in einem separaten Bereich, getrennt von Ihren Mutterpflanzen. Prüfen Sie sie mit einer Lupe, bevor sie in den Hauptraum kommen. Fragen Sie den Verkäufer, ob die Mutterpflanze auf HLVd getestet wurde, von welchem Labor und wann.
Was Sie tun können: Schreiben Sie die Probleme auf, die Sie tatsächlich haben, etwa Viroid-Symptome, ungleichmäßige Chargen oder einen Mutterpflanzenraum, den Sie sich nicht leisten können. Trifft keines davon zu, sind Stecklinge für Sie wahrscheinlich weiterhin das richtige Werkzeug.
3. Die Biologie hinter der Mikrovermehrung
Jede lebende Pflanzenzelle kann eine ganze Pflanze neu aufbauen
Pflanzenzellen sind totipotent. Das heißt: Jede lebende Pflanzenzelle enthält die vollständige genetische Information, um eine komplette Pflanze neu zu bilden. Tierische Zellen verlieren diese Fähigkeit früh in der Entwicklung. Die Totipotenz ist der Grund, warum Gewebekultur überhaupt funktioniert.
Auf einem Gel mit dem richtigen Hormongleichgewicht lässt sich Pflanzengewebe in vier Richtungen lenken. Es kann sich zu Kallus vermehren, einem Klumpen ungeordneter Zellen. Es kann Triebe bilden oder Wurzeln. In fortgeschrittener Arbeit kann es vollständige Embryonen aus gewöhnlichen Körperzellen statt aus Samen bilden (somatische Embryonen).
Zwei Hormongruppen steuern die Kultur
In welche Richtung sich eine Kultur entwickelt, hängt vor allem vom Verhältnis zweier Gruppen von Pflanzenhormonen ab.
| Hormongruppe | Beispiele | Wirkung bei hoher Konzentration |
|---|---|---|
| Cytokinine (Hormone, die die Bildung von Trieben und Knospen anregen) | BAP (6-Benzylaminopurin), Kinetin, TDZ (Thidiazuron) | Mehr neue Triebe |
| Auxine (Hormone, die die Wurzelbildung anregen; IBA wird auch als Bewurzelungspulver für Stecklinge verkauft) | IBA (Indol-3-buttersäure), NAA (Naphthylessigsäure), 2,4-D | Mehr Wurzeln |
- Viel Cytokinin, wenig Auxin: viele neue Triebe aus einem Explantat (Vermehrung).
- Wenig Cytokinin, viel Auxin: Die Triebe bilden Wurzeln (Bewurzelung).
- Ausgeglichen oder viel Auxin: Es bildet sich Kallus.
Dieses Verhältnis ist die wichtigste Stellschraube, die Sie in der Hand haben. Stimmt es, vermehren sich die Triebe effizient. Stimmt es nicht, bekommen Sie Kallus oder gar kein Wachstum. Bei Cannabis bildet Kallus nur selten wieder Triebe, und er birgt ein genetisches Risiko (Abschnitt 7, Teil 2).
Die Rezepturen in Abschnitt 4 folgen dieser Logik Stufe für Stufe:
| Stufe | Cytokinin | Auxin | Verhältnis |
|---|---|---|---|
| Initiierung | 0,5 mg/L BAP | 0,1 mg/L NAA | 5 : 1, leichter Schub in Richtung Triebe |
| Vermehrung (BAP-Rezeptur) | 1,0–2,0 mg/L BAP | 0,1 mg/L NAA | 10–20 : 1, starker Schub in Richtung Triebe |
| Vermehrung (TDZ-Rezeptur) | 0,5 µM TDZ | Keines | Nur Cytokinin |
| Bewurzelung | Keines | 2,5 µM IBA | Nur Auxin |
Der Genotyp entscheidet viel
Der Genotyp ist die genetische Ausstattung eines bestimmten Kultivars oder einer bestimmten Pflanze. Die meisten veröffentlichten Cannabis-Rezepturen wurden an einem einzigen Kultivar feinjustiert. Andere Genotypen können ganz anders reagieren.
Monthony und Kollegen von der University of Guelph (Kanada) veröffentlichten 2021 einen Übersichtsartikel zur Gewebekultur bei Cannabis [4]. In den ausgewerteten Hanf-Studien lag die Kallusbildung an Blattstielen (Petiolen) je nach Kultivar zwischen 27 % und 83 %. Die Regeneration aus Hypokotylen lag je nach Ausgangsgewebe und Kultivar zwischen 2 % und 71 %. Das Hypokotyl ist der Keimlingsstängel unterhalb der ersten Blätter.
Eine Rezeptur, die bei einem Kultivar sehr gut funktioniert, kann also bei einem anderen völlig scheitern. Betrachten Sie jede veröffentlichte Rezeptur in diesem Artikel als Ausgangspunkt. Passen Sie sie dann an Ihre eigene Genetik an.
Was Sie tun können: Testen Sie die Rezeptur bei jedem neuen Kultivar zuerst an einer kleinen Testcharge. Zählen Sie, wie viele Explantate reagieren, bevor Sie hochskalieren.
4. Die vier Stufen der Mikrovermehrung bei Cannabis
Stufe 0: Die Mutterpflanze vorbereiten
Ziehen Sie die Mutterpflanze mindestens 2 Wochen unter sauberen Bedingungen, bevor Sie Gewebe entnehmen. Verwenden Sie in dieser Zeit keine Blattsprays und keine Pflanzenschutzmittel. Düngen Sie mit einer ausgewogenen Lösung in mittlerer Stärke. Halten Sie die Pflanze unter 18/6-Licht (18 Stunden an, 6 Stunden aus) im aktiven vegetativen Wachstum. Ziel sind frische, schnell wachsende Triebe ohne Spritzmittelrückstände.
Testen Sie die Mutterpflanze nach Möglichkeit vor dem Start per RT-qPCR auf HLVd. RT-qPCR ist ein Labortest, der das genetische Material des Viroids nachweist und misst. Das Ergebnis sagt Ihnen, welches Explantat Sie verwenden sollten. Bei einer negativ getesteten Mutterpflanze können Sie die einfacheren Stängelsegmente nehmen. Eine infizierte oder ungetestete Mutterpflanze erfordert Meristemspitzen (Stufe 1).
Anmerkung der Übersetzung: Wenn Sie Mutterpflanzen außerhalb dieses Zwei-Wochen-Fensters behandeln, verwenden Sie nur Pflanzenschutzmittel, die bei der thailändischen Landwirtschaftsbehörde (Department of Agriculture, กรมวิชาการเกษตร) registriert sind. Wenden Sie sie genau nach Etikett an. Siehe was nach thailändischer GACP legal gespritzt werden darf. Wenn Sie in Thailand keinen HLVd-Test finden, behandeln Sie die Mutterpflanze als möglicherweise infiziert und arbeiten Sie mit Meristemspitzen.
Was Sie tun können: Markieren Sie die Mutterpflanze, die Sie verwenden wollen, stellen Sie alle Spritzungen bei ihr ein und notieren Sie das Datum. Beginnen Sie mit Stufe 1 frühestens 14 Tage später.
Stufe 1: Initiierung – eine saubere Kultur anlegen
Dies ist die wichtigste Stufe und zugleich die, die am häufigsten scheitert. Ziel ist es, ein Stück Pflanzengewebe in ein steriles Gefäß zu bringen, ohne dass Mikroben mit hineingelangen.
Das Explantat auswählen
- Triebspitzen (Meristeme) sind die richtige Wahl, wenn Sie Viroide entfernen wollen. Die Kuppel ganz an der Spitze eines wachsenden Triebs ist oft frei von Krankheitserregern, selbst wenn der Rest der Pflanze infiziert ist. Der Grund: Die inneren Transportbahnen der Pflanze (Leitgewebe) sind noch nicht bis dorthin gewachsen.
- Punja und Kollegen (Simon Fraser University, Kanada) verwendeten Spitzen von 0,4 mm mit höchstens zwei Blattprimordien [2]. Blattprimordien sind die winzigen Höcker, aus denen später Blätter werden.
- Ein Übersichtsartikel von Adkar-Purushothama und Kollegen aus dem Jahr 2023 in der Fachzeitschrift Viruses verglich Methoden zur Entfernung von HLVd [1]. Ergebnis: Die Kultur von Spitzen unter 0,5 mm in Kombination mit einer Kältebehandlung wirkte besser als jede der beiden Methoden allein.
- Um so kleines Gewebe zu schneiden, brauchen Sie eine Lupe oder ein Mikroskop.
- Nodalsegmente sind 5–10 mm lange Stängelstücke mit einem Blattknoten und dessen Knospe. Sie sind leichter zu handhaben, und Einsteiger haben damit öfter Erfolg. Viroide entfernen sie nicht. Verwenden Sie sie zur Vermehrung, wenn die Mutterpflanze bereits negativ getestet wurde.
Die Oberfläche des Explantats reinigen (Standardmethode)
- 5 Minuten unter fließendem Leitungswasser abspülen.
- 30 Sekunden in 70%iges Ethanol tauchen.
- 10–15 Minuten in 1–2%iger Natriumhypochloritlösung (Haushaltsbleiche, etwa 1:5 verdünnt) mit 1–2 Tropfen Tween-20 einweichen. Tween-20 ist ein mildes Tensid, das der Bleiche hilft, die gesamte Oberfläche zu benetzen.
- In der Werkbank oder Box 3-mal in sterilem destilliertem Wasser spülen, um die Bleiche abzuwaschen.
- Mit einem sterilen Skalpell auf die endgültige Größe zuschneiden.
- Auf das Initiierungsmedium setzen.
Anmerkung der Übersetzung: Die in Thailand verkaufte Haushaltsbleiche ist unterschiedlich stark. Lesen Sie den Natriumhypochlorit-Anteil auf dem Etikett ab und verdünnen Sie auf 1–2 %. Ein Produkt mit 6 % ergibt zum Beispiel 1,2 %, wenn Sie 1 Teil Bleiche mit 4 Teilen Wasser mischen. Verwenden Sie reine Bleiche ohne Duftstoffe oder Verdickungsmittel.
Ein gängiges Initiierungsmedium (auf MS-Basis)
- Basalsalze und Vitamine nach Murashige & Skoog (MS), die Standardmischung aus Mineralstoffen und Vitaminen für Pflanzengewebe [5]
- 30 g/L Saccharose (gewöhnlicher Zucker, die Energiequelle des Gewebes im Gefäß)
- 0,5 mg/L BAP (Cytokinin)
- 0,1 mg/L NAA (Auxin)
- 7 g/L Agar (ein Gel auf Algenbasis, das das Medium fest werden lässt)
- pH auf 5,7–5,8 eingestellt, bevor Sie das Medium im Autoklav (einem Dampfdrucksterilisator) oder im Schnellkochtopf sterilisieren
Hormone werden aus einer Stammlösung von 1 mg/mL abgemessen, die tiefgekühlt gelagert wird (Methode in Abschnitt 6, Teil 2). Bei dieser Konzentration ergibt 1 mL Stammlösung in 1 Liter Medium 1 mg/L. Diese Rezeptur braucht also 0,5 mL BAP-Stammlösung und 0,1 mL NAA-Stammlösung pro Liter.
Was Sie erwarten können. Innerhalb von 2–4 Wochen sollte das Explantat grün werden und wachsen, mit neuen Blättern aus dem Meristem oder dem Knoten. Trübes oder gelbes Medium bedeutet, dass die Kultur kontaminiert ist. Dasselbe gilt für flaumigen Bewuchs. Entsorgen Sie kontaminierte Gefäße, ohne sie in Ihrem Arbeitsbereich zu öffnen, damit sich keine Sporen verbreiten.
Verluste sind in dieser Stufe normal und können hoch sein. Rechnen Sie in einer Still-Air-Box mit höheren Verlusten als in einer Laminar-Flow-Werkbank. Eine Still-Air-Box ist eine geschlossene, durchsichtige Kunststoffbox mit Armöffnungen. Eine Laminar-Flow-Werkbank ist ein Gehäuse, das gefilterte Luft über die Arbeitsfläche bläst. Planen Sie die Verluste ein: Setzen Sie 10–20 Explantate für jede Kultur an, die Sie behalten wollen. Frühe Fehlschläge beweisen nicht, dass die Methode nicht funktioniert.
Was Sie tun können: Beschriften Sie jedes Gefäß mit Datum, Mutterpflanze und Explantat-Typ. Zählen Sie nach 4 Wochen die sauberen und die kontaminierten Gefäße. So erhalten Sie Ihre eigene Verlustrate für die Planung.
Stufe 2: Vermehrung
Die Vermehrung beginnt, sobald Stufe 1 Ihnen saubere, wachsende Kulturen geliefert hat. Öffnen Sie alle 3–4 Wochen jedes Gefäß in der Werkbank oder Box. Teilen Sie jedes Büschel in einzelne Triebe oder kleine Büschel und setzen Sie jedes Stück auf frisches Medium. Jeder dieser Umsetzvorgänge heißt Subkultur.
Vermehrungsmedium (auf BAP-Basis, für den allgemeinen Einsatz)
- MS-Basalsalze
- 30 g/L Saccharose
- 1,0–2,0 mg/L BAP (1–2 mL Stammlösung mit 1 mg/mL pro Liter)
- 0,1 mg/L NAA (0,1 mL Stammlösung pro Liter)
- 7 g/L Agar
- pH 5,7–5,8
Die veröffentlichte Cannabis-Rezeptur mit TDZ. Die am häufigsten zitierte Cannabis-Rezeptur stammt von Lata und Kollegen (2009) [6], einem Forschungsteam der University of Mississippi (USA). Sie verwendeten MS-Medium mit 0,5 µM Thidiazuron (TDZ), also etwa 0,11 mg/L. µM (mikromolar) misst die Konzentration nach der Anzahl der Moleküle statt nach dem Gewicht.
Bei dieser Dosis reagierten 100 % der Explantate und bildeten durchschnittlich 12,6 Triebe pro Explantat.
Beachten Sie, wie niedrig diese Dosis ist. TDZ ist sehr stark, und mehr wirkt nicht besser. Zu viel TDZ verursacht direkt glasige, wassergetränkte Triebe (Hyperhydrizität, Abschnitt 7, Teil 2). 0,11 mL lassen sich nur schwer abmessen; setzen Sie deshalb eine schwächere TDZ-Stammlösung an: Bei 0,1 mg/mL geben Sie 1,1 mL pro Liter zu.
Viele Kulturen lassen in dieser Stufe nach. Die meisten Einführungen in das Thema verschweigen das. Monthony und Kollegen berichten von einem Rückgang der Zahl regenerierter Explantate aus Pflanzen der Stufe 1 um 74–82 % [4]. Der Rückgang zeigt sich in glasigen Trieben, unerwünschtem Kallus und Kulturen, die einfach absterben.
Die Vermehrung bei Cannabis funktioniert, aber die Zahl der Triebe verdoppelt sich nicht so sauber in jedem Zyklus, wie es eine Tabellenkalkulation nahelegen würde. Planen Sie auf Grundlage dessen, was Ihr eigenes Kultivar über mehrere Zyklen tatsächlich leistet, und nicht auf Grundlage einer theoretischen Rate.
Was Sie tun können: Führen Sie ein Protokollblatt pro Kultivar. Notieren Sie bei jeder Subkultur die eingesetzten und die gewonnenen Triebe. Halten Sie außerdem fest, wie viele Triebe glasig wurden, Kallus bildeten oder abstarben.
Stufe 3: Bewurzelung
Wenn Sie genügend Triebe haben, setzen Sie einzelne Triebe auf ein Bewurzelungsmedium um. Das Hormongleichgewicht wechselt nun von Cytokinin zu Auxin.
Bewurzelungsmedium (Lata und Kollegen, 2009) [6]
- MS-Salze in halber Konzentration
- 500 mg/L Aktivkohle (ein feines Kohlepulver, das Bräunungsstoffe und einige Hormone bindet)
- 2,5 µM IBA (etwa 0,5 mg/L bzw. 0,5 mL Stammlösung mit 1 mg/mL pro Liter)
- Kein Cytokinin
- 7 g/L Agar
- pH 5,7–5,8
Diese Rezeptur ergab 95 % Bewurzelung. Die Wurzeln erscheinen meist innerhalb von 2–3 Wochen. Das Pflänzchen ist bereit für Stufe 4, wenn seine Wurzeln 1–2 cm lang sind und sichtbare Wurzelhaare haben.
Alternative: Bewurzelung außerhalb des Gefäßes (ex vitro). Manche Methoden überspringen das Bewurzelungsmedium. Die Triebe kommen direkt vom Vermehrungsmedium und werden in Bewurzelungshormon (Gel oder IBA-Pulver) getaucht. Danach kommen sie unter einer Feuchtigkeitshaube in steriles Substrat. Das spart Zeit und Kosten für Medium. Dafür müssen Sie Luftfeuchtigkeit und Temperatur während der Umstellung enger kontrollieren.
Anmerkung der Übersetzung: Die Bewurzelung außerhalb des Gefäßes ähnelt der Stecklingsvermehrung, die viele thailändische Grower bereits praktizieren. In der heißen Jahreszeit kann eine Haube in direkter Sonne oder in einem Raum ohne Klimaanlage schnell überhitzen. Stellen Sie die Haube in einen gekühlten Raum und legen Sie ein Thermometer hinein.
Was Sie tun können: Teilen Sie eine Charge eines einzigen Kultivars auf beide Methoden auf. Vergleichen Sie nach 3 Wochen, wie viele Triebe bei jeder Methode bewurzelt und überlebt haben.
Stufe 4: Akklimatisierung (Abhärtung von Jungpflanzen)
Viele Grower verlieren in dieser Stufe Pflanzen. Im Gefäß lebten die Pflänzchen bei fast 100 % Luftfeuchtigkeit und konstanter Temperatur. Sie wurden vom Zucker im Gel ernährt und haben nie bewegte Luft gespürt. Ein plötzlicher Wechsel in normale Raumluft ist eine zu große Umstellung; deshalb müssen sie sich schrittweise daran gewöhnen.
Schritte der Akklimatisierung
- Nehmen Sie das Pflänzchen heraus und waschen Sie den Agar in lauwarmem Wasser vorsichtig von den Wurzeln. Zuckerhaltiger Agar, der an den Wurzeln bleibt, nährt Schimmel.
- Pflanzen Sie es in vorgefeuchtetes steriles Substrat: Torf und Perlit im Verhältnis 70:30 oder Steinwolle.
- Stellen Sie es unter eine Feuchtigkeitshaube bei 90–95 % relativer Luftfeuchtigkeit, 22–25 °C und 100–150 PPFD. PPFD misst, wie viel nutzbares Licht die Pflanze erreicht, in µmol/m²/s.
- Tag 1–7: Haube geschlossen halten.
- Tag 7–14: Haube allmählich leicht öffnen, erst 1 Stunde, dann 2 Stunden, dann 4 Stunden.
- Tag 14–21: Haube vollständig entfernen.
- Ab Woche 4: normale vegetative Bedingungen und Düngung.
Mit diesem allgemeinen Vorgehen konnten Lata und Kollegen ihre bewurzelten Pflanzen nach eigenen Angaben erfolgreich in Erde akklimatisieren [6]. Für Pflanzen, die aus verkapselten Stängelsegmenten nachgezogen wurden – also aus Stücken, die in eine Gelkugel eingeschlossen sind (Abschnitt 8, Teil 2) –, berichteten sie 90 % Überlebensrate [7]. Das sind Laborergebnisse mit einer feinjustierten Methode. Zu Hause sind die Verluste meist höher.
Die meisten Verluste zu Hause gehen auf die Umfallkrankheit zurück. Das ist eine Fäule am Stängelgrund junger Pflanzen, verursacht durch Pilze und Eipilze (Wasserschimmel) im Substrat. Die beiden wichtigsten Gegenmaßnahmen sind steriles Substrat und sorgfältiges, sparsames Gießen.
Anmerkung der Übersetzung: 22–25 °C unter einer Haube zu halten ist in einem 30–35 °C warmen Raum ohne Klimaanlage schwierig; führen Sie diese Stufe deshalb in einem gekühlten Raum durch. In der Regenzeit ist die Luft ohnehin feucht, und das Substrat bleibt länger nass. Gießen Sie dann seltener als in der Trockenzeit.
Was Sie tun können: Zählen Sie bei jeder Charge die überlebenden Pflänzchen an Tag 21 und in Woche 8. Notieren Sie die Ursache jedes Verlusts, damit Sie wissen, welchen Schritt Sie verbessern müssen.
Wenn Sie eine dieser Stufen schon mit Cannabis durchlaufen haben, posten Sie Ihre Rezeptur, Ihr Kultivar und Ihre Zahlen unter diesem Thema. Auch Fragen sind willkommen.
Literatur
- Adkar-Purushothama, C.R., Sano, T., & Perreault, J.-P. (2023). Hop latent viroid: A hidden threat to the cannabis industry. Viruses, 15(3), 681.
- Punja, Z.K., Scott, C., Tso, H.H., Munz, J., & Buirs, L. (2025). Transmission, spread, longevity and management of hop latent viroid, a widespread and destructive pathogen affecting cannabis (Cannabis sativa L.) plants in North America. Plants, 14(5), 830.
- Bektaş, A., Hardwick, K.M., Waterman, K., & Kristof, J. (2019). Occurrence of hop latent viroid in Cannabis sativa with symptoms of cannabis stunting disease in California. Plant Disease, 103(10), 2699.
- Monthony, A.S., Page, S.R., Hesami, M., & Jones, A.M.P. (2021). The past, present and future of Cannabis sativa tissue culture. Plants, 10(1), 185.
- Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473–497.
- Lata, H., Chandra, S., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2009). Thidiazuron-induced high-frequency direct shoot organogenesis of Cannabis sativa L. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 45(1), 12–19.
- Lata, H., Chandra, S., Mehmedic, Z., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2012). In vitro germplasm conservation of high Δ9-tetrahydrocannabinol yielding elite clones of Cannabis sativa L. under slow growth conditions. Acta Physiologiae Plantarum, 34(2), 743–750. https://doi.org/10.1007/s11738-011-0874-x
- Lata, H., Chandra, S., Techen, N., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2011). Molecular analysis of genetic fidelity in Cannabis sativa L. plants grown from synthetic (encapsulated) seeds following in vitro storage. Biotechnology Letters, 33(12), 2503–2508.
Dieser Artikel ist Teil der Bildungsreihe der Asiannabis Community. Er dient ausschließlich legalen Bildungszwecken an Orten, an denen der Anbau von Cannabis erlaubt ist.
Weiter in Teil 2: Gewebekultur und Mikrovermehrung bei Cannabis: Hopfen-Latent-Viroid entfernen, ein Heimlabor, Lagerung und tropische Bedingungen (Teil 2 von 2)