組織培養是從母株身上取下極小一塊組織，培育出大量相同大麻植株的方法。這塊組織放在無菌容器裡，長在含有養分的凝膠上。種植者用它做三件事：清除類病毒和病毒、把一個栽培品種（cultivar）擴繁成數千株整齊一致的植株，以及不必養著母株也能保存栽培品種。
上篇說明組織培養和扦插有什麼不同，以及哪些激素在控制它。接著逐一介紹四個實際操作階段，附上已發表的配方與結果。下篇則談清除類病毒感染、架設小型實驗室、大麻特有的問題、保存，以及在泰國高溫下經營培養室。
本文綜合了八篇已發表的研究，而不是根據單一篇來源文章。這些研究列在文末的「參考文獻」，方括號內的數字就是對應的文獻編號。
1. 什麼是組織培養，大麻種植者為何使用它
大多數種植者用傳統扦插繁殖來繁殖栽培品種。做法是剪下一段枝條，沾上生根激素，等它長根。這個方法已經用了幾十年。它的弱點是：每一根插穗都會帶著母株身上所有的問題。
這些問題包括病毒和類病毒。類病毒是極小的感染性 RNA 片段，比病毒還要小。對大麻危害最大的是啤酒花潛隱類病毒（HLVd）。插穗也會帶著寄居在組織內部的細菌。
多年來一代代從插穗再取插穗，細微的遺傳變化也會逐漸累積。這叫做遺傳漂變（genetic drift），是品種退化的原因之一。插穗同樣會把這些變化傳下去。
組織培養又稱微體繁殖（micropropagation），起點是小得多的一塊組織。通常是分生組織尖端（meristem tip），也就是枝條最末端的生長點，可以小到 0.4–0.5 mm。放進培養容器的這塊組織叫做外植體（explant）。
外植體放在無菌容器中，長在營養凝膠上，光照和溫度都受到控制。一個外植體可以培育出大量遺傳上完全相同的小苗（plantlet），也就是在容器裡長出的小植株。只要外植體夠小，小苗就不會帶有插穗會傳下去的病原體。
這個方法並不新。Murashige 與 Skoog 在 1962 年發表了他們的培養基，最初用於菸草組織，至今仍是基本配方 [5]。香蕉、蘭花、馬鈴薯和草莓用這種方式商業化繁殖已有數十年。大麻種植者近年才開始採用，原因有三：
- HLVd 在商業農場中悄悄擴散。 2019 年，美國加州首次報告在大麻上發現 HLVd [3]。一篇 2023 年的綜述指出，加州約 90% 的大麻設施檢測呈陽性。每個設施中約 30% 的植株出現症狀。該綜述估計，產業損失每年最高可達 40 億美元 [1]。
- 醫療用供應鏈要求證明來源。 依照 GACP 或 GMP 運作的農場，必須把每一件產品追溯到它的母株。GACP（Good Agricultural and Collection Practice，良好農業與採集規範）是藥用植物的農場標準。GMP（Good Manufacturing Practice，優良製造規範）是製造藥品的標準。
- 大型持證農場需要大量植株。 一個設施每個週期可能需要數萬株整齊一致的植株。
譯者註：泰國已經有商業化的組織培養產業，主要做蘭花和其他觀賞植物。是否有實驗室販售乾淨的大麻小苗，或為大麻做 HLVd 檢測，則是另一回事。我們找不到任何公開提供這兩種服務的泰國實驗室。在你找到這類服務之前，請打算自己做小規模操作，或非常小心地管理母株。
行動建議： 購買任何設備之前，先到論壇的「組織培養」版詢問，看有沒有會員找過泰國的實驗室購買大麻小苗或做 HLVd 檢測。問清楚花了多少錢、等了多久。
2. 扦插與組織培養對照
| 傳統扦插 | 組織培養 | |
|---|---|---|
| 起始材料 | 10–15 cm 的莖段插穗 | 0.4–5 mm 的分生組織尖端，或帶芽的莖段 |
| 病害 | 母株帶有的全都會帶上 | 可清除類病毒、病毒和細菌 |
| 每株母株的產量 | 每次 10–30 根插穗 | 一個外植體可得數百到數千株小苗 |
| 長成生根植株的時間 | 10–14 天 | 6–12 週，但一次產出大量植株 |
| 遺傳穩定性 | 多年下來會漂變 | 新芽從既有的芽長出時保持穩定 |
| 空間 | 母株室 | 小型實驗室 |
| 技術門檻 | 初學者 | 中階到進階 |
| 成本 | 極低 | 中等到高 |
| 長期保存 | 母株必須一直活著 | 培養物可保存數月 |
請把這張表當成兩種工具之間的選擇。組織培養並不是在所有情況下都能取代扦插。它解決的是扦插解決不了的特定問題：清除類病毒和病毒、生產非常大量的整齊批次，以及不必養活母株也能保存栽培品種。
譯者註：在泰國和東南亞，許多種植者引進新栽培品種的方式是向別的農場買插穗。這是把紅蜘蛛與薊馬、白粉病或 HLVd 帶進來最快的途徑。你也可能買到品種名稱標錯的植株。買來的插穗要放在獨立空間，遠離你的母株。在移入主栽培室之前，先用放大鏡仔細檢查。並詢問賣家：母株是否做過 HLVd 檢測、由哪家實驗室檢測、什麼時候測的。
行動建議： 寫下你實際遇到的問題，例如類病毒症狀、批次不整齊，或負擔不起母株室。如果一項都沒有，扦插很可能仍是最適合你的工具。
3. 微體繁殖背後的生物學
每一個活的植物細胞都能重建整株植物
植物細胞具有全能性（totipotent）。意思是任何一個活的植物細胞，都擁有長回完整植株所需的全部遺傳資訊。動物細胞在發育早期就失去了這種能力。組織培養之所以可行，正是因為植物細胞有全能性。
在激素比例適當的凝膠上，植物組織可以被引導往四個方向發展。它可以增生成癒傷組織（callus），也就是一團沒有分化的細胞。它可以長出芽，也可以長出根。在進階操作中，它還能由一般體細胞而非種子形成完整的胚（體胚，somatic embryos）。
兩大類激素控制培養方向
培養物往哪個方向發展，主要取決於兩大類植物激素之間的比例。
| 激素類群 | 例子 | 高濃度時的作用 |
|---|---|---|
| 細胞分裂素（促進新芽和芽體形成的激素） | BAP（6-苄基腺嘌呤，6-benzylaminopurine）、激動素（kinetin）、TDZ（噻苯隆，thidiazuron） | 長出更多新芽 |
| 生長素（促進根形成的激素；IBA 也被當作扦插用生根粉販售） | IBA（吲哚丁酸，indole-3-butyric acid）、NAA（萘乙酸，naphthaleneacetic acid）、2,4-D | 長出更多根 |
- 高細胞分裂素、低生長素： 一個外植體長出許多新芽（增殖）。
- 低細胞分裂素、高生長素： 芽開始長根（生根）。
- 兩者平衡，或生長素偏高： 形成癒傷組織。
這個比例是你能控制的最重要設定。比例對了，芽就會有效率地增殖。比例錯了，就只會長出癒傷組織，或完全不長。大麻的癒傷組織很少能再轉回長芽，而且帶有遺傳風險（見下篇第 7 節）。
第 4 節的配方就是按照這個原則逐階段調整：
| 階段 | 細胞分裂素 | 生長素 | 比例 |
|---|---|---|---|
| 起始培養 | 0.5 mg/L BAP | 0.1 mg/L NAA | 5 : 1，溫和地推向長芽 |
| 增殖（BAP 配方） | 1.0–2.0 mg/L BAP | 0.1 mg/L NAA | 10–20 : 1，強力推向長芽 |
| 增殖（TDZ 配方） | 0.5 µM TDZ | 無 | 僅細胞分裂素 |
| 生根 | 無 | 2.5 µM IBA | 僅生長素 |
基因型的影響很大
基因型是指某個栽培品種或某株植物的遺傳組成。大多數已發表的大麻配方，都是只在一個栽培品種上調校出來的。其他基因型的反應可能差很多。
加拿大圭爾夫大學（University of Guelph）的 Monthony 與同事在 2021 年發表了一篇大麻組織培養綜述 [4]。在他們整理的工業大麻研究中，葉柄形成癒傷組織的比例從 27% 到 83% 不等，視栽培品種而定。從下胚軸再生的比例從 2% 到 71% 不等，視來源組織和栽培品種而定。下胚軸是幼苗第一對葉片下方的那段莖。
所以，一個配方在某個栽培品種上效果極好，換到另一個品種上可能完全失敗。請把本文所有已發表的配方都當成起點，再依你自己的品種調整。
行動建議： 每換一個新栽培品種，先用一小批試驗配方。在擴大規模之前，先算出有多少外植體有反應。
4. 大麻微體繁殖的四個階段
第 0 階段：準備母株
取組織之前，讓母株在乾淨的條件下生長至少 2 週。這段期間不做葉面噴灑，也不用任何農藥。給予均衡、中等濃度的養液。在 18/6 光照（亮 18 小時、暗 6 小時）下，讓母株保持旺盛的營養生長。目的是得到新鮮、生長快速、表面沒有藥劑殘留的嫩梢。
可以的話，開始前先用 RT-qPCR 檢測母株是否帶有 HLVd。RT-qPCR 是一種實驗室檢測，能偵測並定量類病毒的遺傳物質。檢測結果決定你該用哪種外植體。檢測乾淨的母株，可以用比較容易操作的莖段。已感染或未經檢測的母株，則需要用分生組織尖端（見第 1 階段）。
譯者註：在這兩週以外的時間處理母株時，只能使用已向泰國農業廳（กรมวิชาการเกษตร）登記的農藥，並完全依照標籤使用。請參考泰國 GACP 規範下可合法噴灑的藥劑。如果在泰國找不到 HLVd 檢測，就把母株當作可能已感染，改用分生組織尖端操作。
行動建議： 標記你要使用的母株，停止對它的所有噴灑，並寫下日期。至少 14 天後才開始第 1 階段。
第 1 階段：起始培養——建立乾淨的培養物
這是最重要的階段，也是最常失敗的階段。目標是把一塊植物組織移進無菌容器，而且不帶進任何微生物。
選擇外植體
- 莖頂（分生組織） 是清除類病毒時的首選。生長中枝條最尖端的圓頂狀組織，即使整株其他部位都已感染，往往仍沒有病原體。原因是植物體內的運輸管道（維管束組織）還沒有長進這個部位。
- 加拿大西門菲莎大學（Simon Fraser University）的 Punja 與同事，使用的是 0.4 mm、帶兩個或更少葉原基的莖頂 [2]。葉原基是日後會長成葉片的微小突起。
- Adkar-Purushothama 與同事 2023 年在期刊 Viruses 發表的綜述，比較了多種清除 HLVd 的方法 [1]。結果發現，培養小於 0.5 mm 的莖頂再搭配低溫處理，效果比單用任何一種方法都好。
- 要切下這麼小的組織，需要放大鏡或顯微鏡。
- 節段是 5–10 mm、帶有一個葉節和它的芽的莖段。節段比較容易操作，初學者的成功率也比較高。但節段無法清除類病毒。請在母株已確認檢測乾淨時，才用節段來增殖。
外植體表面消毒（標準方法）
- 在流動的自來水下沖洗 5 分鐘。
- 浸入 70% 乙醇30 秒。
- 浸泡在 1–2% 次氯酸鈉（家用漂白水約稀釋 1:5）中 10–15 分鐘，並加入 1–2 滴 Tween-20。Tween-20 是一種溫和的清潔劑，能幫助漂白水沾濕整個表面。
- 在操作台或操作箱內，用無菌蒸餾水沖洗 3 次，洗掉漂白水。
- 用無菌手術刀修切成最終大小。
- 放到起始培養基上。
譯者註：泰國市售家用漂白水的濃度不一。請看標籤上的次氯酸鈉百分比，再稀釋到 1–2%。例如濃度 6% 的產品，以 1 份漂白水加 4 份水混合，就是 1.2%。請用沒有添加香味或增稠劑的純漂白水。
常用起始培養基（以 MS 為基礎）
- Murashige & Skoog（MS）基本鹽類與維生素，這是植物組織培養的標準礦物質和維生素配方 [5]
- 30 g/L 蔗糖（一般的糖，是組織在容器內的能量來源）
- 0.5 mg/L BAP（細胞分裂素）
- 0.1 mg/L NAA（生長素）
- 7 g/L 洋菜（agar，一種由海藻製成、讓培養基凝固的膠質）
- 用高壓滅菌釜（以加壓蒸氣滅菌的設備）或壓力鍋滅菌之前，先把 pH 調到 5.7–5.8
激素用濃度 1 mg/mL 的儲備液來量取，冷凍保存（做法見下篇第 6 節）。在這個濃度下，1 mL 儲備液加進 1 公升培養基，就是 1 mg/L。所以這個配方每公升需要 0.5 mL BAP 儲備液和 0.1 mL NAA 儲備液。
預期結果。 2–4 週內，外植體應該轉綠並開始生長，從分生組織或節上長出新葉。培養基變混濁或變黃，表示培養物已受污染。長出絨毛狀的東西也是。受污染的容器請不要在工作區打開，直接丟棄，以免孢子擴散。
這個階段出現損失很正常，而且可能很嚴重。在靜氣箱（still air box）裡操作，損失會比在層流操作台（laminar flow hood）高。靜氣箱是一個密閉、透明、開有手孔的塑膠箱。層流操作台則是會把過濾後的空氣吹過工作檯面的櫃子。請預先把損失算進去：每需要保留 1 個培養物，就要起始 10–20 個外植體。初期失敗並不代表這個方法行不通。
行動建議： 每個容器都標上日期、母株和外植體類型。第 4 週時，算出乾淨和受污染的容器各有多少。這就是你自己的損失率，可以拿來做規劃。
第 2 階段：增殖
第 1 階段得到乾淨、正在生長的培養物後，就可以開始增殖。每 3–4 週，在操作台或操作箱內打開每個容器。把每一叢分成單芽或小叢，再把每一塊移到新的培養基上。每一次這樣的移植稱為繼代培養（subculture）。
增殖培養基（以 BAP 為基礎，一般用途）
- MS 基本鹽類
- 30 g/L 蔗糖
- 1.0–2.0 mg/L BAP（每公升加 1–2 mL 濃度 1 mg/mL 的儲備液）
- 0.1 mg/L NAA（每公升加 0.1 mL 儲備液）
- 7 g/L 洋菜
- pH 5.7–5.8
已發表的大麻 TDZ 配方。 最常被引用的大麻配方，來自美國密西西比大學（University of Mississippi）研究團隊 Lata 與同事（2009）[6]。他們使用 MS 培養基加 0.5 µM 噻苯隆（TDZ），約等於 0.11 mg/L。µM（微莫耳濃度）是以分子數量、而不是重量來計算濃度的單位。
在這個劑量下，100% 的外植體都有反應，平均每個外植體長出 12.6 個芽。
請注意這個劑量有多低。TDZ 的作用非常強，加多了並不會更好。TDZ 過量會直接造成芽變得透明、水浸狀（玻璃化，hyperhydricity，見下篇第 7 節）。0.11 mL 很難準確量取，所以請配一份較稀的 TDZ 儲備液：濃度 0.1 mg/mL 時，每公升加 1.1 mL。
許多培養物會在這個階段衰退。 大多數入門介紹都不會提到這一點。Monthony 與同事報告，從第 1 階段植株取得的再生外植體數量下降了 74–82% [4]。衰退的表現包括芽玻璃化、長出不需要的癒傷組織，以及培養物直接死亡。
大麻的增殖確實可行，但不會像試算表上那樣每個週期都整齊地翻倍。請根據你自己的栽培品種在多個週期中的實際表現來做規劃，不要用理論上的倍率。
行動建議： 每個栽培品種各準備一張紀錄表。每次繼代培養時，寫下移入幾個芽、得到幾個芽。也要記錄有多少芽玻璃化、長出癒傷組織或死亡。
第 3 階段：生根
芽的數量足夠後，把單芽移到生根培養基上。這時激素比例要從細胞分裂素轉為生長素。
生根培養基（Lata 與同事，2009）[6]
- 半量 MS 鹽類
- 500 mg/L 活性碳（一種細碳粉，能吸附造成褐變的物質和部分激素）
- 2.5 µM IBA（約 0.5 mg/L，即每公升加 0.5 mL 濃度 1 mg/mL 的儲備液）
- 不加細胞分裂素
- 7 g/L 洋菜
- pH 5.7–5.8
這個配方的生根率達 95%。根通常在 2–3 週內出現。小苗的根長到 1–2 cm、看得到根毛時，就可以進入第 4 階段。
替代方法：在容器外生根（ex vitro）。 有些方法會跳過生根培養基。芽直接從增殖培養基上取下，沾上生根激素（凝膠或 IBA 粉）。接著插進無菌介質，蓋上保濕罩。這樣可以省下時間和培養基的成本。代價是在轉換期間，你必須更嚴格地控制濕度和溫度。
譯者註：在容器外生根，跟許多泰國種植者已經在做的扦插很接近。熱季時，保濕罩如果放在陽光直射處或沒有冷氣的房間，很快就會過熱。請把保濕罩放在有冷氣的房間，並在罩內放一支溫度計。
行動建議： 把同一個栽培品種的一批芽分成兩半，各用一種方法生根。3 週後，比較兩種方法各有多少芽生根並存活。
第 4 階段：馴化（煉苗）
許多種植者在這個階段損失植株。小苗在容器裡生活在接近 100% 的濕度和恆定溫度下。它們靠凝膠中的糖分獲得養分，也從來沒有感受過流動的空氣。突然移到一般室內空氣中，變化太大，所以必須分階段讓它們適應。
馴化步驟
- 取出小苗，用微溫的水輕輕洗掉根上的洋菜。殘留在根上的含糖洋菜會滋養黴菌。
- 種進預先濕潤的無菌介質：泥炭與珍珠岩 70:30，或岩棉。
- 放在保濕罩下，條件為相對濕度 90–95%、22–25 °C、PPFD 100–150。PPFD 是衡量有多少可用光照到植株上的指標，單位為 µmol/m²/s。
- 第 1–7 天：保濕罩保持密閉。
- 第 7–14 天：開始把保濕罩稍微打開，先開 1 小時，再 2 小時，再 4 小時。
- 第 14–21 天：完全移除保濕罩。
- 第 4 週起：改為一般營養生長期的環境條件與施肥。
Lata 與同事用這套大致的做法，報告他們的生根植株成功在土壤中完成馴化 [6]。他們也報告，由包埋莖段（封在凝膠珠裡的莖段，見下篇第 8 節）再生的植株，存活率為 90% [7]。這些是實驗室用調校過的方法得到的結果。在家操作的損失通常會更高。
在家操作的損失大多來自猝倒病（damping off）。這是幼苗莖基部的腐爛，由介質中的真菌和水黴引起。最關鍵的兩項防治措施是使用無菌介質，以及謹慎、少量地澆水。
譯者註：在沒有冷氣、室溫 30–35 °C 的房間裡，很難讓保濕罩內維持 22–25 °C，所以這個階段請在有冷氣的房間進行。雨季時空氣本來就潮濕，介質也會保持濕潤更久。澆水次數要比乾季少。
行動建議： 每一批都在第 21 天和第 8 週各算一次存活的小苗數。寫下每一株損失的原因，就能知道該修正哪個步驟。
如果你曾在大麻上實際操作過其中任何一個階段，歡迎在本主題下方分享你的配方、栽培品種和數據。也歡迎直接提問。
參考文獻
- Adkar-Purushothama, C.R., Sano, T., & Perreault, J.-P. (2023). Hop latent viroid: A hidden threat to the cannabis industry. Viruses, 15(3), 681.
- Punja, Z.K., Scott, C., Tso, H.H., Munz, J., & Buirs, L. (2025). Transmission, spread, longevity and management of hop latent viroid, a widespread and destructive pathogen affecting cannabis (Cannabis sativa L.) plants in North America. Plants, 14(5), 830.
- Bektaş, A., Hardwick, K.M., Waterman, K., & Kristof, J. (2019). Occurrence of hop latent viroid in Cannabis sativa with symptoms of cannabis stunting disease in California. Plant Disease, 103(10), 2699.
- Monthony, A.S., Page, S.R., Hesami, M., & Jones, A.M.P. (2021). The past, present and future of Cannabis sativa tissue culture. Plants, 10(1), 185.
- Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473–497.
- Lata, H., Chandra, S., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2009). Thidiazuron-induced high-frequency direct shoot organogenesis of Cannabis sativa L. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 45(1), 12–19.
- Lata, H., Chandra, S., Mehmedic, Z., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2012). In vitro germplasm conservation of high Δ9-tetrahydrocannabinol yielding elite clones of Cannabis sativa L. under slow growth conditions. Acta Physiologiae Plantarum, 34(2), 743–750. Client Challenge
- Lata, H., Chandra, S., Techen, N., Khan, I.A., & ElSohly, M.A. (2011). Molecular analysis of genetic fidelity in Cannabis sativa L. plants grown from synthetic (encapsulated) seeds following in vitro storage. Biotechnology Letters, 33(12), 2503–2508.
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